VACINAS E VACINAÇÕES

Vacinas e vacinações

Môsar Lemos

Introdução

Uma das formas de proteger o plantel de galinhas contra as doenças é através do uso consciente de vacinas. As vacinas sozinhas não são capazes de evitar o aparecimento de um surto de doença no criatório, pois elas representam uma parte do programa de prevenção sendo as boas práticas de manejo, limpeza e desinfecção tão importantes quanto um bom programa de vacinação.

O que são as vacinas?

Podemos definir uma vacina como um produto biológico produzido a partir de vírus, bactéria ou mesmo um protozoário e que seja capaz de induzir na ave uma resposta imunológica que a proteja de uma infecção com aquele bioagente.

            A imunidade é a capacidade que o organismo tem de suportar e se defender contra a invasão de um bioagente. A imunidade pode ser ativa ou passiva, natural ou artificial. Ela é ativa quando o organismo da ave recebe estímulos para produzir anticorpos podendo ser natural quando a ave adquiriu a infecção, ou artificial quando a ave é vacinada. A imunidade é passiva quando a ave já recebe os anticorpos prontos, sendo natural quando o pintinho recebe os anticorpos maternos que o protegerão nos primeiros dias de vida, ou artificial quando é feito um tratamento com soro hiperimune (soroterapia).

            Podemos dizer então que a vacinação é a indução de imunidade ativa de forma artificial, contra um determinado bioagente.

As vacinas podem ser vivas ou mortas, dizendo-se que estão atenuadas, pois os danos que produzirão no organismo da ave serão mínimos, ou que estão inativadas e, portanto incapazes de produzir danos ao organismo. Existem vantagens e desvantagens inerentes aos dois tipos de vacinas. Veja a tabela 1.

            As vacinas podem ser aplicadas de forma individual, ou seja, uma ave de cada vez, ou de forma massal para todo o lote de aves de uma só vez.

Métodos Massais

A utilização de vacinas por métodos de aplicação em massa tem sido de grande utilidade para a avicultura comercial, que trabalha com grandes lotes, por facilitar os processos, aplicando grandes volumes de vacina em menor tempo e com um número reduzido de pessoas. Entretanto também pode ser utilizada com sucesso nas pequenas criações de raças combatentes. Para algumas doenças a via spray pode vir a ser utilizada desde que se trabalhe com uma gota bem grossa (acima de 150µm). Para Newcastle e Bronquite deve-se trabalhar com gotas em torno de 50 a 100 µm nas primeiras vacinações; e para Micoplasma usar gotas mais finas. Em aves acima de 6 semanas de idade usar gotas menores que 50 µm.

Os métodos massais de aplicação de vacinas requerem uma grande atenção às normas de utilização.  O sucesso vai depender dos cuidados no preparo e aplicação dos produtos, pois não é possível garantir que todas as aves receberam a dose correta de vacina. Somente o procedimento adequado permitirá que toda a população receba uma boa cobertura vacinal.

A vacinação através de spray é mais utilizada em grandes lotes na avicultura industrial, não sendo muito adequada para as pequenas criações de combatentes.

Água de bebida

Preparação da vacina

Suspender o uso de desinfetantes (cloro, amônia ou medicamentos) na água de bebida pelo menos 24 h antes da vacinação, não utilizando recipientes metálicos, e adicionar 2g de leite em pó desnatado por litro de água a ser usada para a vacinação, visando estabilizar e homogeneizar a solução.

Identificar corretamente o produto a ser usado, através do rótulo e da cor do liofilizado, abrindo o frasco de vacina removendo o selo de alumínio e a tampa de borracha e adicionar aproximadamente 3 ml de água limpa. Em seguida fechar o frasco com a tampa e agitar bem para reconstituir o liofilizado. Não tampar com o dedo. Utilizar recipientes plásticos com o volume total de água preparada para a vacinação e adicione a vacina reconstituída, enxaguando várias vezes o frasco de vacina a fim de evitar perdas. Para melhor avaliação da vacinação, utilizar o corante apropriado que permite a identificar as aves que beberam o preparado vacinal, pois ficam com o bico e a língua de coloração azulada.

Procedimento para Vacinação:

Vacinar em horários mais frescos do dia (início da manhã ou no final da tarde), fazendo jejum hídrico nas aves de meia a uma hora em climas quentes e 1 a 2 horas em climas frios. Lavar os bebedouros com água limpa e deixá-los sem resíduos de sabão ou desinfetante, e distribui-los de forma que pelo menos 2/3 das aves bebam ao mesmo tempo. Observar se todas estão bebendo, se não está havendo amontoamento e se os bebedouros estão bem distribuídos, de foram que a solução vacinal seja consumida em no máximo 2h e nunca em menos de 1h. Suspender o uso de medicamentos, cloro ou desinfetantes na água de bebida durante pelo menos 24h após a vacinação.

Métodos Individuais

Os métodos individuais de vacinação são aqueles em as doses vacinais são aplicadas ave a ave. Esse método tem a vantagem de garantir que cada ave receba a dose necessária de vacina para sua imunização, entretanto demanda mais tempo para aplicação.

As vacinas inativadas, só podem ser aplicadas pelos métodos individuais, já que são produtos injetáveis. E a vacina forte contra Bouba, tem como via solicitada a punção na asa, não tendo opção pelo método massal.

Vacinação ocular, nasal ou oral

Preparo da vacina:

Identificar os produtos a serem utilizados, através do rótulo. Tanto a vacina quanto o diluente devem estar armazenados à temperatura de 2 a 8º C. Reconstituir o liofilizado com o diluente apropriado, transferindo aproximadamente 3 ml do diluente para o frasco da vacina. Agitar suavemente. Devolver a vacina já diluída para o frasco de diluente, enxaguando o frasco do liofilizado várias vezes. Colocar o bico dosador no frasco com a vacina diluída, sem encostar os dedos na ponta do bico. Utilizar um material isolante entre o frasco com a vacina e a mão para evitar o aquecimento do produto. Colocar os frascos utilizados durante a aplicação em uma caixa com gelo, antes que aqueçam e com o cuidado para que toda a vacina reconstituída seja aplicada num período de duas horas.

Preparo do ambiente e vacinação:

Escolher horários mais frescos do dia para dar início à vacinação. Após a vacinação, soltar a ave com cuidado. Quando usar a via nasal, fechar uma das narinas com o dedo e instilar a gota na outra narina. Observar a absorção da gota de vacina antes de soltar a ave. A dose correta de vacina é de 0,03 ml, o que corresponde a uma gota. Observar a posição correta do aplicador na vertical para manter a uniformidade da dose. Somente utilizar aplicadores em boas condições.

Todos estes procedimentos são idênticos para as aplicações ocular, nasal e oral, diferindo apenas no local de instilação da gota de vacina, no olho, narina ou bico, respectivamente, conforme a via escolhida.

Via membrana da asa:

Preparo da vacina e vacinação:

Reconstituir o liofilizado de vacina com o diluente apropriado. Mergulhar somente as agulhas duplas do aplicador na vacina diluída, tendo cuidado de não molhar  a parte plástica do aplicador. Com o aplicador na posição vertical, perfurar a membrana da asa pela parte de baixo. Retirar as penas do local de aplicação na asa da ave, antes de introduzir as agulhas. Observar a presença de vasos, nervos e ossos na aplicação, para não atingi-los. Utilizar um aplicador para no máximo 1000 aves. Agitar o frasco de vacina com frequência durante a aplicação. Observar se houve “pega” da vacina 7 a 10 dias após a vacinação. Uma boa vacinação deve apresentar entre 90 a 100% de “pega” com lesões de grau variável.

Via injetável (subcutânea ou intramuscular)

Preparo do equipamento:

Utilizar material (agulhas e seringas) esterilizado por fervura ou autoclave. Não usar desinfetantes no equipamento; Regular as vacinadoras na dose indicada e conferir antes da vacinação. Usar agulhas de tamanho único (10X10). Trocar as agulhas com frequência durante a vacinação.

Subcutânea:

Aplicar a vacina no terço médio do pescoço, com a agulha em direção ao corpo da ave. A pele deve ser levantada formando um bolsão onde deve ser introduzida a vacina. Evitar aplicação intradérmica.

Intramuscular:

Pode ser aplicada no músculo do peito ou da coxa da ave. A aplicação no peito deve ser feita na região lateral a quilha, com a introdução da agulha formando um ângulo de 45º, evitando atingir as vísceras. A aplicação na coxa deve ser feita na parte central da região lateral do músculo, evitando ossos, vasos e nervos.

Observações:

As vacinas oleosas não devem ser aplicadas geladas, portanto é recomendada a sua retirada do refrigerador pelo menos 24 h antes da aplicação. As sobras de vacinas nunca devem ser utilizadas, pois não existe mais garantia de qualidade do produto depois de aberto. As vacinações injetáveis podem ser avaliadas através de necropsia de aves de descarte, para observação da correta aplicação.

Um calendário de vacinação (Tabelas 2, 3 e 4) funciona como um roteiro e deve ser modificado de acordo com a necessidade do local. Ocorrência de surtos ou inexistência de casos das doenças devem servir de base para a tomada de decisão de quais vacinas utilizar e quando utilizá-las. Na dúvida busque auxílio de um Médico Veterinário especialista em aves.

Tabela 1. Vantagens e desvantagens das vacinas atenuadas e inativadas.

Tipo	Vantagens	Desvantagens
A	Conferem imunidade local, humoral e de mucosa. Necessitam pouca massa antigênica Induzem rápida produção de anticorpos. Permitem várias vias de aplicação.	Riscos de reversão à patogenicidade e disseminação de patógenos estranhos. Menor uniformidade e duração dos títulos. Risco de ocorrência de reações pós-vacinais.
I	Sem riscos de reversão e disseminação do agente. Resposta imune mais uniforme e duradoura Mais estáveis durante a armazenagem Menor risco de interação do agente vacinal com outros que possam provocar reações pós-vacinais	Geralmente exigem “primers”. Mecanismo de proteção celular e de mucosa fracos ou inexistentes. Necessitam maior massa antigênica. Exigem aplicação individual.

Legenda: A = Atenuada (viva); I = Inativada (morta).

Tabela 2. Calendário de vacinação contra doenças avícolas – Doenças parasitárias

Doença/Bioagente	Faixa etária	Tipo de vacina	Via de aplicação
Coccidioses aviárias Eimeria spp	Ocular ou nasal. Dose única com 6 a 8 dias de idade. Spray. Dose única com 1 dia de idade.	Vacina viva. Pool contendo 7 espécies de Eimeria que ocorrem a campo no Brasil. Produzida em aves SPF.	Ocular ou nasal.

Legenda: IM = Intramuscular; SC = Subcutânea; FEP = Fibroblasto de embrião de pinto; SPF = Livre de patógenos específicos.

Tabela 3. Calendário de vacinação contra doenças avícolas – Doenças virais

Doença/Bioagente	Faixa etária	Tipo de vacina	Via de aplicação
Artrite viral aviária	1ª. dose com 7 a 10 dias de idade. 2ª. dose com 30 a 40 dias de idade. 3ª. dose a partir de 120 dias de idade.	Virus vivo. Liofilizada.	Via oral, na água de bebida
Bouba Aviária Poxvirus aviário	Com 1 dia de idade.	Bouba suave. Atenuada. Liofilizada. Amostra galinha. Produzida em FEP.	SC. 0,2 mL na região dorsal do pescoço.
Bouba Aviária Poxvirus aviário	A partir de 21 dias de idade.	Bouba forte. Atenuada. Liofilizada. Amostra pombo. Produzida em ovos SPF	Punção da membrana da asa, com aplicador próprio.
Bronquite Infecciosa das Galinhas	1ª. dose entre 10 a 14 dias. 2ª. dose com 16 semanas.	Atenuada. Liofilizada. Produzida em ovos SPF.	Na água de bebida.
Doença de Gumboro	SC, ocular ou nasal em pintos de 1 dia. Na água de bebida com 14 dias de idade e repetir na 10ª. semana de idade.	Atenuada. Liofilizada. Produzida em ovos SPF.	Via subcutânea 0,2 mL na região dorsal do pescoço. Via ocular ou nasal. Uma gota na narina ou no olho.
Doença de Marek	Com 1 dia de idade.	Liofilizada. Origem Herpesvirus origem peru.	Via subcutânea 0,2 mL na região dorsal do pescoço.
Doença de Newcastle	1ª. dose com 7 a 10 dias de idade. 2ª. dose com 30 a 40 dias de idade. 3ª. dose com 120 dias de idade.	Viva. Amostra La Sota. Liofilizada. Produzida em ovos embrionados de galinhas SPF.	Ocular ou nasal. 1 gota na narina ou olho.
Pneumovirose aviária ou Síndrome da Cabeça Inchada Pneumovirus aviário	Ocular/nasal Dose única na 1ª. semana de vida. Na água 1ª. dose com 6 semanas de idade. 2ª. dose com 12 semanas de idade	Virus vivo. Liofilizada.	Ocular ou nasal. 1 gota no olho ou narina. Na água de bebida.

Legenda: IM = Intramuscular; SC = Subcutânea; FEP = Fibroblasto de embrião de pinto; SPF = Livre de patógenos específicos.

Tabela 4. Calendário de vacinação contra doenças avícolas – Doenças bacterianas

Doença/Bioagente	Faixa etária	Tipo de vacina	Via de aplicação
Cólera aviária ou Pasteurelose aviária Pasteurella multocida	1ª. dose entre 14 e 16 semanas de idade 2ª. dose 4 semanas após a primeira dose	Inativada. Emulsionada em óleo.	IM. 0,5 mL na musculatura do peito.
Colibacilose Escherichia coli	1ª. dose com 3 semanas de idade. 2ª. dose entre 18 e 20 semanas.	Inativada emulsionada em óleo mineral	IM. 0,5 mL na musculatura do peito
Coriza Infecciosa das Aves Haemophilus paragallinarum	1ª. dose com 12 semanas de idade. 2ª. dose entre 16 e 19 semanas (deve ser oleosa).	Inativada emulsionada em gel de hidróxido de alumínio ou óleo mineral	IM. Dose mínima de 109 UFC. Músculo da perna ou do peito
Micoplasmose Mycoplasma gallisepticum	A partir de 5 semanas de idade.	Atenuada. Amostra MG70. Liofilizada	Via ocular/nasal. 1 gota em um dos olhos ou narina.
Paratifo aviário Salmonella spp	1ª. dose com 12 semanas de idade. 2ª. dose. com 20 semanas.	Inativada e emulsionada em adjuvante oleoso.	IM. 0,5 mL na musculatura do peito.
Tifo aviário Salmonella gallinarum	1ª. dose entre 10 e 12 semanas de idade. 2ª. dose entre 14 e 18 semanas.	Atenuada. A cepa 9R pode causar a doença. As bacterinas são pouco eficazes.	SC. 0,2 mL na região dorsal do pescoço.

Legenda: IM = Intramuscular; SC = Subcutânea; FEP = Fibroblasto de embrião de pinto; SPF = Livre de patógenos específicos.

Referências bibliográficas

BERCHIERI JUNIOR, A; MACARI, M. Doenças das aves. 1 ed. Campinas: FACTA, 2000, 505p. 

BIOVET, Técnicas de Administração de Vacinas Avícolas, Informativo Técnico, Brasil, 1992

CALNEK, B. W (ed). Diseases of poultry. 10 ed. Iowa: Iowa State University Press, 1997, 1080p.

REVOLLEDO, L; FERREIRA, A. J. P (orgs). Patologia aviária. 1 ed. São Paulo: Editora Manole, 2009, 510p.

RITCHIE, B. W; CARTER, K. Avian viruses function and control. 1 ed. Florida: Wingers Publishing, 1995, 515p.

RITCHIE, B. W; HARRISON, G. J; HARRISON, L. R. Avian medicine: principles and application. 1 ed. Florida: Wingers Publishing, 1994, 1384p.

SOLVAY ANIMAL HEALTH, Inc. VAX FACTS. Informativo Técnico. EUA, 1994

THRUSFIELD, M. Epidemiologia Veterinária. 2 ed. São Paulo: Editora Roca, 2004, 556p.

A presença do talha-mar-negro (Rynchops niger) na laguna de Piratininga, município de Niterói (RJ).

O talha-mar-negro (Rynchops niger) habita costumeiramente as águas interiores e sua presença no litoral não é muito comum. Aqui é relatada a presença de um grupo de cerca de quarenta indivíduos desta espécie, durante alguns dias do mês de setembro de 1998, na laguna de Piratininga, município de Niterói, Estado do Rio de Janeiro, Brasil.

A ave conhecida como talha-mar-negro, ou corta-água pertence à família Rynchopidae da ordem Charadriiformes, com três representantes no gênero: Rynchops flavirostris na África, Rynchops albicollis na Índia e Rynchops niger na América do Sul (Harrison, 1987).

Parecidos com os trinta-réis Phaetusa e Sterna, os talha-mares apresentam a conformação do bico bastante característica com a mandíbula mais comprida que a maxila, achatada lateralmente a semelhança de lâmina de faca (Sick,1997), o que os torna inconfundíveis. Contribui ainda para a singularidade da ave, o fato da pupila apresentar-se verticalmente. Apresenta coloração negra nas partes superiores. Testa, bochechas, partes inferiores e borda das rêmiges secundárias (parte externa das asas) de cor branca. A cauda é ligeiramente bifurcada e as penas externas são brancas. A parte basal do bico é vermelha e a parte distal é negra. Os pés são vermelhos e pequenos com as membranas interdigitais pouco desenvolvidas. Medem cerca de cinqüenta centímetros, sendo o macho maior do que a fêmea.

Alimentam-se de peixes e camarões que capturam voando com a mandíbula imersa na água enquanto a maxila permanece aberta sobre a água (figura 1). Assim que a presa é tocada, a maxila fecha-se sobre a mandíbula (figura 2) e a ave flexiona rapidamente a cabeça em direção ao esterno (figura 3), volta à posição normal e eleva-se no ar com a presa no bico (figura 4), engolindo-a imediatamente.

O sistema vascular e nervoso do bico é bastante eficiente, o que favorece a regeneração da ponta da mandíbula que se desgasta com certa facilidade ou mesmo quebra-se durante o ato de captura de alimentos (Zusi, 1975). A sensibilidade conferida por uma inervação abundante é fundamental para que a ave possa sentir a presa quando ela toca a mandíbula submersa.

 Pinto (1978) reconheceu duas subespécies no Brasil, Rynchops niger cinerascens, mais ao norte, inclusive Colômbia e Guianas e o extremo norte de Mato Grosso, e outra Rynchops niger intercedens mais leste meridional até o Rio Grande do Sul.

Preferem pescar no crepúsculo e mesmo à noite, quando competidores potenciais como Phaetusa e Sterna não conseguem faze-lo.

Nidificam em colônias esparsas, às vezes próximas às colônias de Phaetusa em ninhos escavados na areia, ao longo das praias dos rios. A postura consta de três a quatro ovos, e ocorre de maio a setembro. No alto rio Negro, estado do Amazonas, ocorrem posturas em agosto e setembro quando o nível das águas está baixo (observação pessoal).

A laguna de Piratininga fica situada no litoral sul do município de Niterói e ocupa uma área de aproximadamente dois e meio quilômetros quadrados, com uma profundidade que varia de trinta centímetros até um metro e setenta centímetros, e recebe as águas dos rios Jacaré, Arrozal, Santo Antônio e Cafubá, e comunica-se com a laguna de Itaipu através do canal de Camboatá.

Apesar de sérios problemas de eutrofização artificial, devido ao esgoto doméstico da região oceânica do município lançado em suas águas através dos rios e a precária renovação da água pelo mar, além da ocupação desordenada de suas margens, a laguna abriga uma comunidade de aves bastante significativa, cujas populações oscilam ao longo do ano (Lemos, 2002).

            Em vinte de novembro de 1998, notamos a presença de um grupo composto por cerca de quarenta talha-mares-negros (Rynchops niger) na laguna de Piratininga.

            Descansavam na água rasa, vez por outra um indivíduo levantava vôo para logo retornar ao grupo. Permaneciam juntos com os colhereiros (Ajaia ajaja), garças (Egretta alba) e maguaris (Ardea cocoi). Ficaram no local poucos dias, pois em vinte e três de setembro não foram mais vistos.

            Como a presença do talha-mar no litoral não é comum, ocorrendo apenas durante o período de migrações nos estuários (Sick, 1985), julgamos oportuno comunicar a ocorrência, lembrando que Pacheco (1988) relatou a presença da ave na baía de Guanabara.

Agradecimentos: Ao meu filho Felipe André que preparou os desenhos transmitindo com perfeição a técnica de pesca da ave, e ao Dr Leo Fukui que cedeu a fotografia.

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS:

HARRISON, P. 1987. Seabirds of the world. A photographic guide. Christopher Helm Ltd. Londres.

LEMOS, M. 2002. Aves da laguna de Piratininga, Niterói (RJ). www.communities.msn.com.br/ORNITOAVES

PACHECO, J.F. 1988. BOLETIM FBCN 23:104-120 em SICK, H. 1997.      ORNITOLOGIA BRASILEIRA. Editora Nova Fronteira, Rio de Janeiro.

PINTO, O.M.de O. 1978. NOVO CATÁLOGO DAS AVES DO BRASIL.Primeira Parte. MZUSP, São Paulo.

SICK, H. 1997. ORNITOLOGIA BRASILEIRA. Editora Nova Fronteira, Rio de Janeiro.

ZIMMER, J.T. 1938. Notes on migrations of South American birds. AUK 55:405-410.

ZUSI, R. L.1975. Gulls, auks and their relatives. In GRZIMEK’S ANIMAL LIFE ENCYCLOPEDIA. Volume 8. Van Nostrand Reinhold Company, New York.

AVES DA USINA TERMOELÉTRICA NORTE FLUMINENSE – MACÁE – RJ

Môsar LEMOS, Antonio Carlos da Silva BRESSAN e Eduardo RUBIÃO

CEFEN - Centro de Estudos da Faculdade de Engenharia da UERJ

Pesquisa desenvolvida através do Programa de Pesquisa e Desenvolvimento da Usina Termoelétrica Norte Fluminense (P&D/UTENF).

Introdução

Em termos gerais, a Floresta Atlântica pode ser vista como um mosaico diversificado de ecossistemas, apresentando estruturas e composições florísticas diferenciadas, em função de diferenças de solo, relevo e características climáticas existentes na ampla área de ocorrência desse bioma no Brasil. Atualmente, restam 7,3% de sua cobertura florestal original, tendo sido inclusive identificada como a quinta área mais ameaçada e rica em espécies endêmicas do mundo. Na Floresta Atlântica existem 1.361 espécies da fauna brasileira, com 261 espécies de mamíferos, 620 de aves, 200 de répteis e 280 de anfíbios, sendo que 567 espécies só ocorrem nesse bioma. Possui, ainda, cerca de 20 mil espécies de plantas vasculares, das quais oito mil delas também só ocorrem na Floresta Atlântica. Vale lembrar que, no sul da Bahia, foi identificada, recentemente, a maior diversidade botânica do mundo para plantas lenhosas, ou seja, foram registradas 454 espécies em um único hectare. A exploração da Floresta Atlântica vem ocorrendo desde a chegada dos portugueses ao Brasil, cujo interesse primordial era a exploração do pau-brasil. O processo de desmatamento prosseguiu durante os ciclos da cana-de-açúcar, do ouro, da produção de carvão vegetal, da extração de madeira, da plantação de cafezais e pastagens, da produção de papel e celulose, do estabelecimento de assentamentos de colonos, da construção de rodovias e barragens, e de um amplo e intensivo processo de urbanização, com o surgimento das maiores capitais do país, como São Paulo, Rio de Janeiro, e de diversas cidades menores e povoados. A conservação da Floresta Atlântica tem sido buscada por setores da iniciativa privada, e vários estudos e iniciativas têm sido desenvolvidos nos últimos anos, gerando um acervo de conhecimento e experiência significativo. A natureza exuberante que se estendia pelos cerca de um milhão de quilômetros quadrados de florestas na época do descobrimento marcou profundamente a imaginação dos europeus. Mais do que isso, contribuiu para criar uma imagem paradisíaca que ainda hoje faz parte da cultura brasileira, embora a realidade seja outra. A exploração predatória a que foi submetido destruiu mais de 93% deste “paraíso”. Uma extraordinária biodiversidade, em boa parte peculiar somente a essa região, está seriamente ameaçada. Espécies imponentes de árvores são encontradas no que ainda resta deste bioma, como o jequitibá-rosa, de 40 metros de altura. Também se destacam nesse bioma várias outras espécies: o pinheiro-do-Paraná, o cedro, as figueiras, os ipês, a braúna e o pau-brasil, entre muitas outras. Paralelamente à riqueza vegetal, a fauna é o que mais impressiona na região. A maior parte das espécies de animais brasileiros ameaçados de extinção é originária da Floresta Atlântica, como os micos-leões, a lontra, a onça-pintada, o tatu-canastra e o muriqui. Fora desta lista, também vivem na região onças-pardas, gambás, tamanduás, preguiças, antas, veados, cotias, quatis, cachorros-do-mato, ouriços, lagartos, serpentes, anfíbios os mais variados, etc. Entretanto as aves representam a maior riqueza da Floresta Atlântica com mais de 600 espécies conhecidas, algumas delas raras ou ameaçadas de extinção. 

A área da UTE Norte Fluminense

Neste contexto está encravada a Usina Termoelétrica Norte Fluminense, com uma área de aproximadamente 10 ha. Este remanescente florestal abriga uma faixa de vegetação arbórea típica da Floresta Ombrófila Densa Sub-montana em diferentes estados de maturidade. A área está dentro da conhecida baixada úmida litorânea. São capoeirões ao longo das encostas das elevações como também nas planícies mais abaixo. Alguns trechos, sob a influência do rio Macaé apresentam a vegetação inundada, e áreas de capoeiras e capoeirinhas são as mais representativas em todo o perímetro da usina, encontrando-se algumas fruteiras. A área é limitada por extensas áreas de pastagem, inibindo a movimentação da fauna que vive nas florestas vizinhas. A cobertura vegetal é formada na sua maior parte por extensas áreas degradadas, ocorrendo nas pequenas encostas dos morrotes segmentos de floresta úmida em melhor estado de conservação.

  

As aves no Estado do Rio de Janeiro

O Estado do Rio de Janeiro é um dos mais bem inventariados do país. Além dos registros dos naturalistas viajantes do século XIX, a criação do Museu Nacional e as extensas coleções ornitológicas nele abrigadas fornecem um precioso testemunho das distribuições históricas das aves no Estado. Entretanto a ausência de dados quantitativos no inventário histórico das aves, combinada com a intensa ação antrópica no Estado, faz com que hoje seja difícil avaliar quais teriam sido a distribuição e abundância original de diversos elementos da avifauna. Existe uma relação complexa entre abundância e facilidade de detecção. Muitas espécies são fáceis de localizar por seus hábitos, tamanho grande ou vocalizações inconfundíveis e, portanto consideradas freqüentes, embora ocorram em densidades relativamente baixas. Outras espécies como gaviões, formicarídeos e tiranídeos de interior de mata têm hábitos discretos e são facilmente confundidas ou identificadas apenas pelos gêneros. Há limitações na representativa geográfica do inventário de fauna no Estado, mas isso não impede a obtenção de dados qualitativos sobre a presença das espécies nas áreas amostradas, entretanto as ausências não significam necessariamente que a ave não está lá, mas que ele pode simplesmente não ter sido encontrada. Certas aves são bem detectadas por captura em redes de neblina, outras por vocalização e outras através da visualização. A associação dos três métodos de amostragem costuma detectar a maioria das espécies de uma determinada área. Além disso, a amostragem deve ocorrer durante pelo menos um ano, cobrindo as variações sazonais de temperatura, umidade, precipitação, ventos, etc. A presença de aves migratórias acrescenta um elemento novo ao levantamento ornitológico. A destruição dos habitats, a caça, a introdução de predadores, competidores e doenças exóticas têm sido as principais causas de extinção das aves. No Estado do Rio de Janeiro a destruição e fragmentação da Floresta Atlântica é a principal ameaça para a maior parte da avifauna nativa. Grande parte das espécies ameaçadas está nos ambientes de mata, sendo que as de mata de baixada estão submetidas à maior risco em conseqüência do quase total desaparecimento desse ecossistema.

Aroeira com frutos em julho

As aves observadas na UTE Norte Fluminense

A lista das aves observadas na UTE Norte Fluminense está organizada seguindo a nomenclatura popular adotada por Sick (1997) e a sistemática do Comitê Brasileiro de Registros Ornitológicos (2008).

	Família	Espécie	Reg	Data	Obs	Ambiente
1	Tinamidae	Crypturellus parvirostris Inhambú-chororó	V	19/08/09		F
2	Anatidae	Cairina moschata Pato-do-mato	I	01/07/09		SV
3	Ardeidae	Ardea alba Garça-branca-grande	I	01/07/09		A
4		Ardea thula Garça-branca-pequena	I	21/12/09		SV
5		Bubulcus ibis Garça-vaqueira			Uma cabeça
6	Cathartidae	Coragyps atratus Urubu	I	03/06/09		SV
7		Cathartes aura Urubu-de-cabeça-vermelha	I	03/06/09		SV
8	Accipitridae	Buteogallus meridionalis Gavião-casaca-de-couro	I	03/06/09		C, SV
9		Rupornis magnirostris Gavião carijó	I	01/07/09		D, SV
10		Rosthramus sociabilis Gavião caramujeiro	I	07/01/10		A
11	Falconidae	Falco sparverius Falcão quiri-quiri	I	03/06/09		C
12		Herpetotheres cachinans Acauã	I	01/07/09		F, D
13		Caracara plancus Carcará	I	01/07/09		SV
14		Milvago chimachima Carrapateiro	I	03/06/09		SV
15	Aramidae	Aramus guarauna Carão	I	19/08/09		A
16	Rallidae	Porzana albicollis Sanã carijó	V	01/07/09		A
17	Cariamidae	Cariama cristata Seriema	V, I	01/07/09		C, F
18	Charadriidae	Vanellus chilensis Quero-quero	I	03/06/09		C, S
19	Columbidae	Patagioenas picazuro Pomba trocal, asa-branca	I	03/06/09		SV, C
20		Columbina talpacoti Rolinha	I	03/06/09		C, S, F
21	Cuculidae	Crotophaga ani Anu-preto	I	03/06/09		C
22		Guira guira Anu-branco	I, V	01/07/09		C
23	Tytonidae	Tyto alba Suindara	I	24/02/10	Bambu	C
24	Strigidae	Athene cunicularia Coruja buraqueira	I	03/06/09		C, S
25	Caprimulgidae	Nyctidromus albicollis Bacurau	V	19/08/09		C, S
26	Trochilidae	Eupetomena macroura Beija-flor tesoura	I	19/08/09		C,
27		Chlorostilbon aureoventris Besourinho	I	22/12/09		F
28	Picidae	Colaptes campestris Pica-pau-do-campo	I	03/06/09		C, S
29		Picumnus cirrathus Pica-pau-anão-barrado	I	01/07/09		F, D
30	Tyrannidae	Tyranus melancholicus Suiriri	I	03/06/09		F
31		Pitangus sulphuratus Benteví	I	03/06/09		F
32		Myiodinastes maculatus Benteví rajado	I	22/12/09		F
33		Mionectes rufiventres Abre-asas-cabeça-cinza	I	08/01/10		F, D
34	Hirundinidae	Tachyneta leucorrhoa Andorinha-de-sobre-branco	I	01/07/09		C
35		Progne tapera Andorinha-grande	I	01/07/09		C
36		Notiochelidon cyanoleuca Andorinha-comum-das-casas	I	01/07/09		C
37	Troglodytidae	Troglodytes musculus Cambaxirra	I, V	03/06/09		F
38	Mimidae	Mimus saturninus Sabiá-do-campo	I	01/07/09		C
39	Vireonidae	Vireo olivaceus Juruviara	I, V	22/12/09		F, D
40	Turdidae	Turdus rufiventris Sabiá-laranjeira	I, V	19/08/09		F
41		Turdus amaurochalinus Sabiá-poca	I	19/08/09		C
42	Coerebidae	Coereba flaveola Cambacica	I			F, D
43	Thraupidae	Thraupis sayaca Sanhaço azul	I, V	03/06/09		F
44		Dacnis cayana Saí azul	I	01/07/09		F, D
45		Euphonia chlorotica Vi-Vi	V	19/08/09		F, D
46		Tangara cayana Saíra amarela	I	08/01/10		F, D
47	Emberizidae	Sicalis flaveola Canário-da-terra	I, V	01/07/09		C
48		Sporophila caerulescens Coleirinho	I	19/08/09		C
49		Volatinia jacarina Tiziu	I, V	19/08/09		C
50	Icteridae	Molothrus bonariensis Chopim	I	01/07/09		C
51		Cacicus haemorrous Guaxe	I	01/07/09		F, D
52	Passeridae	Passer domesticus Pardal	I	03/06/09		C, S

Legenda: A = Alagado; C = Campo; D = Dossel; F = Floresta; I = Avistamento; S = Solo; SV = Sobrevôo;V = Vocalização;

AGRADECIMENTOS
          
           Aos administradores e funcionários da Usina Termoelétrica Norte Fluminense, pelo carinho e apoio irrestrito ao nosso trabalho.  

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

ALL THE BIRDS OF BRASIL: An identification guide. Deodato Souza.  Salvador : Editora DALL. 2002.

AVES COMUNS DO PLANALTO CENTRAL. Paulo de Tarso Zuquim Antas e Roberto B Cavalcanti. Brasília : Editora UNB. 1998.

DA EMA AO BEIJA-FLOR. Zoologia Brasílica. Volume 4. Eurico Santos. Belo Horizonte  : Editora Itatiaia. 1979.

EAGLES, HAWKS AND FALCONS OF THE WORLD. Leslie Brown and Dean Amadon. New Jersey : The Wellfleet Press. 1989

ORNITOLOGIA BRASILEIRA. Helmut Sick. Edição revista e ampliada por José Fernando Pacheco. Rio de Janeiro : Editora Nova Fronteira. 1997.

OS BEIJA-FLORES DO BRASIL. Rolf Grantsau. Rio de Janeiro : Editora Expressão e Cultura. 1988.

OWLS OF THE WORLD: Their lives, behavior and survival. James R Duncan. New York : Firefly Books. 2003.

PÁSSAROS DO BRASIL. Zoologia Brasílica. Volume 5. Eurico Santos. Belo Horizonte : Editora Itatiaia. 1979. Seriema

Seriema

 Gavião Carijó

Coruja buraqueira

Urubu

Acauã

Garça

Gavião-caramujeiro jovem

Gavião carrapateiro

Gavião-casaca-de-couro jovem

Anu